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Nitrogeno en el suelo

El N debe estar bien provisto en cantidad y oportunidad como para asegurar un óptimo estado fisiológico de los cultivos durante los períodos críticos, momentos durante los cuales se define el rendimiento de los cultivos (Capítulo 3). Para efectuar un manejo racional del N, es necesario conocer los requerimientos por parte de los cultivos y su dinámica de acumulación y redistribución en los vegetales.

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Miércoles 30.01.2008

Introducción

Para los suelos de la región pampeana, el nutriente que en mayor medida condiciona el crecimiento y rendimiento de los cultivos, es el nitrógeno (N). El N debe estar bien provisto en cantidad y oportunidad como para asegurar un óptimo estado fisiológico de los cultivos durante los períodos críticos, momentos durante los cuales se define el rendimiento de los cultivos (Capítulo 3).

Para efectuar un manejo racional del N, es necesario conocer los requerimientos por parte de los cultivos y su dinámica de acumulación y redistribución en los vegetales. Estos aspectos, con sus particularidades serán abordados para los diferentes cultivos, en la tercera Sección (Capítulos 11 a 23).

Por otra parte, a fin de lograr altos rendimientos con un uso eficiente de N, es necesario conocer la magnitud y la dinámica de la de la liberación de N y de los diferentes procesos de pérdida desde el sistema suelo.

Estos son consecuencia de la interacción de factores edáficos, climáticos y de manejo, que rigen las transformaciones del N en el suelo.

En este capítulo, se presentará la distribución geobiológica del N y los distintos procesos que constituyen el ciclo biológico del N. Se pondrá énfasis en los procesos y en los factores relevantes que los controlan, a fin de permitir explicar causalmente la disponibilidad de N para los cultivos.Para finalizar se presentarán las características relevantes de los fertilizantes nitrogenados y su efecto sobre el sistema suelo.

Distribución Geobiológica del nitrógeno

La masa total del N en el planeta asciende a 1,94 x 1017 t, de las cuales la gran mayoría (98 %) se encuentra alojado en la litosfera.

Este compartimiento se distribuye en las rocas de tipo ígneo (97,8 %) y sedimentario (0,2 %). Una fracción muy pequeña de esto es liberada por intemperización, lo que no representa una fuente de importancia para la biosfera y por lo tanto no participa activamente en el ciclo del N.

El N en la atmósfera representa solo el 1,9 % de la masa total de N y se encuentra en su gran mayoría en la forma molecular N2. Esta forma de N posee un triple enlace covalente (N≡N), lo que le confiere elevada estabilidad. El N2 es el mayoconstituyente de los gases (78,1 %) que componen la atmósfera.

Otros gases que contienen N también constituyen la atmósfera (N2O, NO, NO2, NO3-, NH3, NH4+), pero en mucha menor cantidad. No obstante, en algunos casos, pequeños cambios en los contenidos de estos pueden tener consecuencias relevantes en los ecosistemas.

El N retenido en la biosfera (Figura 1a) constituye un escaso porcentaje de la masa total (0,01 %) y en su mayoría está constituido por N2 gaseoso disuelto en los océanos (22 x 1012 t). En la tierra (Figura 1b), el mayor compartimiento corresponde a las formas orgánicas de N (55 x 1010 t), las que por acción de los microorganismos, convierten el N orgánico en formas minerales (NO3-, NH4+).

Estas formas de N constituyen el sustento de la biomasa en crecimiento (plantas y animales). Si no consideramos el N insoluble y en el carbón, la mayor proporción del N en la tierra (98,7%) se encuentra en la materia orgánica del suelo (Figura 1b).

Un compartimiento de relevancia esta constituido por los vegetales y sus residuos (1,77%) y una muy pequeña fracción corresponde a los organismos (0,17%) y a las formas disponibles de N

Figura 1: Distribución global del N dentro de la biosfera en océanos (a) y en la tierra (b). (Adaptado de Haynes, 1986).

Ciclo del nitrógeno en el suelo

El ciclo del N en el sistema suelo-planta-atmósfera involucra muchas transformaciones entre formas orgánicas e inorgánicas del mismo (Figura 2). Dentro del ciclo del N coexisten procesos de ganancia, pérdidas y el ciclado dentro del suelo, dentro del cual no existen ni pérdidas ni ganancias de N (Havlin et al., 1999).

Excepción hecha del N proveniente de la fijación industrial (fertilizantes) o de los gases liberados del quemado de combustibles fósiles, todas las transformaciones del N ocurren naturalmente. Sin embargo, la actividad antrópica puede influir sobre muchos de estos procesos a través de distintas prácticas de manejo de suelo y cultivo.

El conocimiento de los procesos del ciclo del N y de cómo la actividad antrópica influye sobre los mismos, permite optimizar la producción de los cultivos sin afectar la calidad del ambiente.

Figura 2. El ciclo del N. En el paso 1, el N de residuos de plantas, animales y el N derivado de la atmósfera a través de descargas eléctricas, combustión, y procesos industriales (el N se combina con H2 o O2) entra en el suelo. En el paso 2, el N orgánico de los residuos y del suelo es mineralizado a NH4+ por los microorganismos del suelo.

En el paso 3, una gran parte del NH4+ es convertido a NO3- por microorganismos nitrificadores en un proceso llamado nitrificación. En el paso 4, el NH4+ y el NO3- son tomados por las raíces de las plantas y usados para ser convertido en proteínas. En el paso 5, una parte del NO3- puede ser perdido hacia las napas subterráneas como resultado del movimiento descendente de agua a través del perfil.

En el paso 6, una parte del NO3- es convertido a N2 y a óxidos de N (N2O y NO) que escapan a la atmósfera, completando el ciclo. En el paso 7, algo del NH4+ puede ser convertido a NH3 a través del proceso de volatilización. Adaptado de Havlin et al (1999).

Funciones y formas del N en las plantas
Funciones del N en las plantas

El contenido de N en la biomasa de las plantas varia desde un 1 hasta un 5% y dicho nutriente es absorbido bajo la forma de NO3- y/o NH4+ (Figura 2). En suelos húmedos, templados y bien aireados la forma de N predominante es el NO3-, encontrándose en concentraciones muy superiores al NH4+. Ambos iones se mueven hacia las raíces de las plantas por flujo masal y difusión.

Previo a su uso, el NO3- debe ser reducido a NH4+, lo que involucra tres procesos reductivos y uno no reductivo, necesarios para convertir el N-NO3- en N-aminoácidos (Schrader y Thomas, 1981, citado por Schrader 1984).

Las cuatro enzimas involucradas son la nitrato-reductasa (NR), nitrito reductasa (NiR), glutamina sintetasa (GS) y glutamato sintetasa (GluS) (Schrader 1984). Como se muestra a continuación, para la reducción de una molécula de N-NO3- a glutamato, los tres procesos reductivos requieren 10 electrones:

Cgl= alfa-cetoglutarato

En tejidos verdes, el NADH (nicotinamida adenina dinocleotido reducida) es el donador de electrones para la NR, mientras que la ferredoxina reducida es el donador de electrones para la NiR y la GluS.

En tejidos que no fotosintetizan, el NADH es dador de electrones para la NR, pero no se conoce la fuente de electrones para la NiR, dado que no se ha aislado ferredoxina reducida de dichos tejidos.

Si la ferredoxina reducida proviene de reacciones fotoquímicas y abastece a la NiR y a la GluS en tejidos fotosintéticos, se necesitan 20 fotones para la reducción de cada NO3- a glutamato (Schrader y Thomas 1981, citado por Schrader 1984).

En tejidos no fotosintéticos el poder reductor debe provenir de la oxidación de carbohidratos o ácidos orgánicos (Schrader y Thomas 1981, citado por Schrader 1984). En estas condiciones dichos autores estimaron que se requieren de 35 a 38 fotones por cada NO3- convertido a glutamato.

A partir de lo mencionado se deduce que para minimizar los requerimientos de energía y maximizar la producción de los cultivos, es deseable que la mayor parte del NO3- que ingresa a la planta se reduzca en tejidos fotosintéticos.

Los aminoácidos producidos son subsecuentemente incorporados dentro de las proteínas y ácidos nucleicos. Las proteínas proveen el armazón para los cloroplastos, mitocondrias, y otras estructuras en las cuales ocurren la mayoría de las reacciones bioquímicas.

El tipo de proteína formado es controlado por un código genético especifico encontrado en los ácidos nucleicos, el cual determina la cantidad y el arreglo de los aminoácidos dentro de cada proteína.

Uno de estos ácidos, el desoxi-ribonucleico (DNA), presente en los núcleos y en las mitocondrias de las células, duplica la información genética de los cromosomas de las células de los padres a los hijos.

El ácido ribonucleico (RNA), presente en el núcleo y citoplasma de la célula, ejecuta las instrucciones codificadas dentro de las moléculas del DNA. La mayoría de las enzimas que controlan estos procesos metabólicos son también proteínas las cuales son constantemente metabolizadas y resintetizadas.

Además del rol del N en la formación de proteínas, dicho nutriente es parte integral de la molécula de clorofila, la cual absorbe la energía de la radiación solar, necesaria para la fotosíntesis.

La estructura básica es un anillo de porfirina, compuesto de cuatro anillos pirrólicos, los cuales contienen un átomo de N y cuatro átomos de carbono. Un átomo de Mg esta ligado en el centro de cada anillo porfirínico (Figura 3).

Figura 3. Estructura de la molécula de clorofila. Me= CH3; Et=CH2-CH3.R= CH3 o CHO.


Un adecuado abastecimiento de N se traduce en elevadas tasas de división y diferenciación celular y en una alta actividad fotosintética, lo que se traduce en una elevada eficiencia de intercepción y de conversión de la radiación interceptada por los cultivos en biomasa vegetativa y/o reproductiva (Uhart y Andrade, 1995) (Figura 4).

Figura 4. a) Porcentaje de intercepción de la radiación incidente fotosintéticamente activa en función del tiempo, para diferentes niveles de disponibilidad de N en maíz. b) Relación entre la biomasa aérea y la radiación fotosintéticamente activa interceptada acumulada para diferentes niveles de disponibilidad de N. Las pendientes de las líneas de regresión (b) representan la eficiencia de conversión. Adaptado de Uhart y Andrade (1995).

Nutrición con amonio versus nitrato

El efecto de la fuente de N (NO3- o NH4+) sobre el crecimiento y productividad de los cultivos ha sido tema de prolongada investigación y debate. Basándose estrictamente en el balance de energía para la planta, el NH4+ sería la fuente preferida de N dado que el costo energético para la síntesis de proteína es menor que el del NO3-.

Por lo tanto, las plantas que utilizan NH4+ como fuente de N pueden tener mayores niveles de carbohidratos y proteínas respecto de las plantas que utilizan NO3-. Sin embargo, la fuente de N utilizada puede interactuar con el tipo de suelo y clima, lo que hace difícil aislar el efecto per se del ión NO3- o NH4+ sobre el crecimiento de las plantas. Además, no todas las especies se comportan de la misma manera cuando usan NO3- o NH4+ como fuente de N, existiendo variabilidad aún dentro de una misma especie.

Los iones NO3- y NH4+ tienen características y propiedades diferentes. Por ejemplo, el NH4+ será retenido en suelos cargados negativamente, mientras que el NO3- puede moverse con la solución del suelo y ser arrastrado fuera del alcance de las raíces.

No obstante, el ión nitrato puede ser retenido en suelos de regiones tropicales y subtropicales (ultisoles y oxisoles), debido a la predominancia de cargas positivas en el complejo coloidal del suelo.

Por otra parte, el ión acompañante puede afectar directa o indirectamente el   crecimiento de las plantas. Por ejemplo, la aplicación de SO4NH4 o NO3Na puede acidificar o alcalinizar el medio, afectando la disponibilidad de otros nutrientes. La tasa de absorción de NO3- es usualmente elevada y es favorecida por condiciones de bajo pH.

Cuando las plantas absorben elevadas cantidades de NO3-, hay un incremento en la absorción de cationes inorgánicos (Ca, Mg, K) y una liberación de HCO3-, ión que puede incrementar el pH de la rizósfera. Por el contrario, la absorción de NH4+ es favorecida en suelos con pH cercanos a la neutralidad y es menor en suelos con pH ácidos. La absorción de NH4+ reduce la absorción de Ca+2, Mg+2 y K+ e incrementa la absorción de H2PO4-, SO4-2 y Cl-.

El pH de la rizósfera decrece cuando las plantas reciben NH4+, lo que es causado por la liberación de H+por las raíces,proceso necesario para mantener la  electroneutralidad de la membrana o el balance de carga dentro de la planta.

Esta acidificación puede aumentar la disponibilidad de micronutrientes como el Mn y la actividad biológica en la proximidad de las raíces. Sin embargo, el efecto sobre el pH de la rizósfera y la liberación de algunos nutrientes va a depender de la capacidad buffer del suelo. En un estudio realizado con dos genotipos de cebada sobre suelos calcáreos, Tong et al.

(1997) reportaron que la biomasa de tallos de genotipos tolerantes o sensibles al estrés de Mn se incrementó con la dosis del mismo y con la disminución de la proporción de NH4+,cuando el suelo tenía un 80%de CO3Ca y un pH de 8,5(Figura 5).

Sin embargo, en un suelo con el 5% de CO3Ca y un pH de 7,8 el comportamiento fue inverso, es decir, la disminución del porcentaje de NH4+ decreció la biomasa de tallos (Figura 5).

Dichos autores explican esta diferencia por la menor capacidad buffer del suelo con el contenido más bajo de CO3Ca, en el cual la liberación de H+ por las raíces disminuyó el pH de la rizósfera, mejorando la disponibilidad de Mn, y en consecuencia, el crecimiento del cultivo.

Figura 5. Biomasa aérea en plantas de cebada en función de la dosis de Mn y del tipo de N utilizado en un genotipo sensible a la falta de Mn(Galleon barley) y uno tolerante (Veeah barley), en dos suelos con diferentes contenidos de CO3Ca y pH. 100, 50 y 0= porcentaje de NH4+ respecto del NO3- en el fertilizante. Adaptado de Tong et al. (1997).

La preferencia de las plantas por NH4+ o NO3- depende también de la edad y de la especie. En un estudio realizado por Lasa et al.

(2001) se determinó que el uso de NH4+ o NO3afectó diferencialmente la fotosíntesis y el crecimiento de especies como espinaca (Spinacea oleracea L.), girasol (Helianthus annus L.)y poroto(Pisum sativum L.),mostrando la espinaca la menor tasa de fotosíntesis y crecimiento cuando la fuente de N fue NH4+, mientras que la fotosíntesis y el crecimiento del poroto no se afectaron por la fuente de N utilizada, mostrando el girasol un comportamiento intermedio (Tabla 1).

Dichos autores adjudican este comportamiento a la capacidad que tiene la leguminosa de asimilar más NH4+ en la raíz que en el tallo (Tabla 1).

Por el contrario, cuando el NH4+ se asimila en tejidos fotosintéticos, como en el caso de la espinaca, la acumulación de NH4+ puede inhibir algunos de los procesos fotosintéticos, y en consecuencia, el crecimiento de la planta (Marques et al., 1983, citado por Lasa et al., 2001).

El comportamiento intermedio del girasol podría deberse a la mayor eficiencia fotosintética de esta especie respecto de la espinaca, lo que resulta en una mayor disponibilidad de carbohidratos, que le confiere a dicha especie un mayor poder de detoxificación de NH4+ (Lasa et al., 2001).

Las especies pertenecientes a la familia de las Solanaceas (papa, tomate, tabaco etc.) también prefieren al ión NO3- como fuente de N. Sin embargo, el crecimiento del cultivo de maíz se incrementó desde un 8 hasta un 25% cuando el mismo fue abastecido con NO3- y NH4+, en comparación con NO3- (Below and Gentry, 1988, citado por Havlin et al., 1999) (Tabla 2).

En un estudio realizado en hidroponía, Schortemeyer et al. (1997) reportaron sensibilidad diferencial de cuatro híbridos de maíz al uso de NH4+ o NO3- como fuente de N. Dos de los cuatro híbridos mostraron un menor crecimiento cuando el NH4+ fue la única fuente de N, mientras que los demás no mostraron diferencias en crecimiento cuando la fuente de N fue NH4+ o NO3-.

Los híbridos sensibles a la nutrición con amonio tuvieron una menor concentración de carbohidratos solubles en la raíz respecto de los no sensibles. Dichos autores sugieren que se requiere una alta concentración de carbohidratos en raíces para lograr elevados rendimientos cuando las plantas usan NH4+ como fuente de N, y que existe variabilidad genética para dicho rasgo fisiológico.

Tabla 1. Efecto de la fuente de N: nitrato (5mM) o amonio (5mM) sobre la producción de biomasa, tasa de fotosíntesis y contenido de amonio en tallo y raíz.


Fuente de N
Espinaca Girasol Poroto
Biomasa aérea (g planta-1)Nitrato
2.7a
1.1a 1.0a
  Amonio 0.4b 0.6b 0.9b
Tasa de fotosíntesis (mol m-2 s-1)
Nitrato 13.4a 14.7a 9.1a
  Amonio 6.5b 7.9b 9.2a
Contenido de NH4+ en raiz (ƒÊ g-1 de
Nitrato 2.1b 13.2b
22.8b
peso seco)
Amonio 12.3a 53.2a
314.6a
Contenido de NH4+ en tallo (ì g-1 de
Nitrato 5.9b 3.1b
13.2a
peso seco)
Amonio 67.9a 4.6a 13.3a

Dentro de una misma columna valores con la misma letra no difieren al 5% de probabilidad. Adaptado de Lasa et al. (2001).

Tabla 2. Respuesta de híbridos de maíz a la fuente de N en condiciones de campo y en hidroponía.

Año Híbrido Fuente de N Rendimiento Número de
Peso de granos



(g planta-1) granos (mg grano-1)




(granosplanta-1)
1986B73xLH51NO3- 254 688 369 369
  NO3-/NH4+ 275 764 361 361
FS 854 NO3- 277 818 339 339
  NO3-/NH4+ 315 1000 315 315
1987B73xLH51
NO3- 154 540 285 285
  NO3-/NH4+ 193 691 279 279
B73 x LH38
NO3- 161 603 267 267
  NO3-/NH4+ 180 742 243 243
CB59G x LH38
NO3- 137 475 288 288
  NO3-/NH4+ 154 545 283 283
LH74 x LH51
NO3- 181 592 306 306
  NO3-/NH4+ 199607 328 328

Adaptado de Havlin et al. (1999).
En síntesis, el efecto de la fuente de N sobre el crecimiento del cultivo dependerá de la interacción de la misma con el tipo de suelo, especie y genotipo, pero los resultados de las investigaciones realizadas hasta el momento sugieren que los cultivos agrícolas mas difundidos prefieren al nitrato como fuente de N o no muestran diferencias en el uso de una u otra fuente del mismo.

Adición de N desde la atmósfera

Deposición de amonio o nitrato a través de precipitaciones Los diferentes compuestos inorgánicos del N como el NH3, NO3-, NO2-, NO, N2O y algunos compuestos orgánicos pueden ser depositados nuevamente en el suelo por medio de las precipitaciones.

La formación de NO3- en la atmósfera ha sido atribuida a las descargas eléctricas, pero los estudios mas recientes indican que solo un 10 a un 20% puede provenir de esta fuente (Havlin et al, 1999).

Otra probable fuente de NO3- en la atmósfera puede provenir de la reacción del NO con el ozono (O3), proceso que forma NO2 como compuesto intermedio, el cual mediante una reacción con el vapor de agua (hidrólisis) produce HNO3 (Haynes 1986). la cantidad de N-NO3- depositada por precipitaciones varía con la región geográfica y con las localidades.

Por ejemplo, en áreas muy industrializadas del noroeste de Europa, en donde el quemado de los combustibles fósiles produce elevadas cantidades de óxidos de N, la cantidad de NO3- depositado por las precipitaciones pueden alcanzar a 1,4 Tg N año-1.

Dicho valor representa un incremento importante en comparación con el valor de 0,2 Tg N año-1, determinado en períodos preindustriales (Söderlund 1977, citado por Haynes 1986). En estudios más recientes, Webb et al.

(2000) trabajando en distintos sitios en Inglaterra y con diferentes rotaciones, reportaron ingresos de N (N-NH4+ y N-NO3-) vía precipitaciones de 5 a 22 kg ha-1, perteneciendo el valor más elevado al sitio más cercano a los lugares de concentración de ganado vacuno.

Fijación biológica del nitrógeno

Muchos organismos tienen la capacidad de fijar N2 atmosférico, ya sea como organismos de vida libre o en asociación con ciertas especies de plantas. Casi un cuarto de la fijación global de N2 es realizada por bacterias del género Rhizobium en asociación con especies pertenecientes a la familia de las leguminosas (Tabla 3).

Tabla 3. Estimación de fijación de N2 en distintos ecosistemas.

 Area
Nitrógeno fijado Ingreso de
 

nitrógeno
  106 ha kg N ha-1 año-1 106 t N año-1
Ecosistemas naturales   
Tierras de baldío 4900 2 10
Bosques 4100 10 40
Agrícolas   
Leguminosas 250 140 35
No-leguminosas  35 9
Praderas de gramíneas  15 4

Burns y Hardy 1975, citado por Haynes (1986). El N2 fijado por los microorganismos es utilizado por la planta huésped, excretado desde el nódulo y usado por las plantas vecinas, o es liberado como nódulos y residuos de leguminosas una vez que estas plantas mueren y son incorporadas al suelo.

Algunos de los microorganismos responsables de la fijación de N2, como así también sus propiedades más importantes son detalladas en la Tabla 4.

Tabla 4. Microorganismos económicamente importantes involucrados en la fijación biológica del N2.

Organismos Propiedades generales Uso en agricultura
Azotobacter




Son aeróbicos, fijadores libres,
viven en el suelo,asociados
a las raíces, en
el agua y en la hoja.
Son heterótrofos.

El efecto benéfico sobre los cultivos no ha sido reconocido en la práctica, dado que tienen bajacapacidad de fijar N2.Pueden tener efectos hormonales sobre el crecimiento de raíces y tallos incrementando la resistencia al déficit hídrico.

Azospirillum

Microaeróbicos, fijadores
libres o pueden estar en
asociación con las
raíces de algunas
gramíneas.
Son heterótrofos.

El efecto benéfico sobre los cultivos no ha sido reconocido en la práctica, dado que tienen baja capacidad de fijar N2. Pueden tener efectos hormonales sobre el crecimiento de raíces y tallos incrementando la resistencia al déficit hídrico.

Rhizobium
Fijan N en simbiosis con leguminosas. Obtienen energía de las sustancias carbonadas aportadas por los vegetales.

Las leguminosas y los cultivos subsiguientes se benefician del
N2 fijado por este simbionte.

Actinomycetes Frankia. Fijan N en simbiosis con árboles que no pertenecen a la familia de las leguminosas. Son potencialmente importantes en reforestación.
azuladas
Contienen clorofila como las plantas superiores por lo que utilizan energía derivada de la luz y C del CO2, son terrestres y acuáticas.
Son particularmente importantes en la economía del N en suelos de arrozales. Son usadas también como abono verde.
Ej. Anabaena.
utilizan energía derivada de la luz y C del CO2, son terrestres y acuáticas.
Son particularmente importantes en la economía del N en suelos de arrozales. Son usadas también como abono verde.

La enzima nitrogenasa es la responsable de la reducción del N2 a amonio en todos los grupos más importantes de bacterias fijadoras de N (Child, 1981, citado por Haynes 1986).

La nitrogenasa consiste de dos proteínas que contienen Molibdeno (Mo), hierro (Fe) y azufre.Este complejo enzimático requiere de energía y de poder reductor(electrones)

Durante la fijación de N los electrones (e-) son transportados por las proteínas transportadoras de e- (ferredoxina) a la nitrogenasa I, enzima que contiene Magnesio y ATP. Esta enzima reduce la nitrogenasa II que contiene Fe y Mo, la cual a su vez, reduce el N2.

Este proceso requiere de 12 ATP por cada N-NH3 producido. El cultivo de soja, además de utilizar el N edáfico, puede aprovechar el N proveniente de la fijación biológica (FBN) debido a la asociación con Bradyrhizobium japonicum, mostrando ambas fuentes de N, diferente dinámica de asimilación.

Las tasas de asimilación de nitratos, y por lo tanto, la actividad de la enzima nitrato reductasa es mayor que la FBN durante las epatas vegetativas, produciéndose a partir de R2-R3 un incremento exponencial de la tasa de FBN, la cual se mantiene elevada hasta R5 (Figura 6).

Un adecuado aporte de N a través de la FBN durante las etapas reproductivas favorece la duración del área foliar y el incremento del peso y la concentración de proteína de los granos (Imsande, 1989).

Figura 6. Tasas relativas de absorción de nitratos y de fijación biológica de nitrógeno en función de los días desde la emergencia del cultivo de soja. Adaptado de Imsande (1989).

Las bacterias en los nódulos de las leguminosas pueden fijar entre el 25 y el 80% del N requerido por la planta. La variabilidad encontrada es debida a factores ambientales, edáficos y al género, especies y cepas de rizobios existentes en el suelo. Las cantidades fijadas pueden oscilar entre 100 y 200 kg N ha-1 año-1, determinándose los mayores valores para las leguminosas perennes (Tabla 5).

Tabla 5. Nitrógeno fijado simbióticamente por distintas leguminosas.

Leguminosa
Nitrógeno fijado
(Kg ha-1 año-1)

Rangos reportados
Valor promedio
Alfalfa (perenne)
50-300
200
Trebol rojo (perenne)
70-160
115
Trebol blanco (perenne)
30-150
100
Vicia (anual)
80-140
80
Soja (anual)
40-260
100

Si bien el cultivo de soja tiene la capacidad cubrir una parte de sus requerimientos de N por la FBN, el balance de N para el suelo va a depender de cuanto N sea abastecido por dicho mecanismo. Para bajos valores de FBN (40%) el balance de N para el suelo resulta negativo, mientras que elevados valores de FBN (90%), resultan en un balance positivo de N para el suelo (Tabla 6).

Si bien la simbiosis leguminosas-Rhizobium aporta las mayores cantidades de N y por lo tanto es la más importante desde el punto de vista agronómico, la fijación no simbiótica y asociativa puede tener importancia en algunos sistemas productivos.

Los valores de N fijado por Azospirillum en 11 ecotipos de Panicum maximum oscilaron entre 5 y 10 kg ha-1 mes-1 (Miranda y Boodey, 1987, citado por Boddey y Dobereiner, 1988). Sin embargo, Berkum y Bohlool (1980), han reportado ligeros incrementos en el rendimiento de algunas gramíneas en respuesta a la inoculación con Azospirillum, comportamiento que fue altamente variable, lo que indica que aun falta más investigación en esta temática.

Tabla 6. Balance de N para suelos cultivados con soja para dos valores de fijación biológica de N.

Nitrógeno total acumulado; ‡ Porcentaje de N proveniente de la fijación biológica del N (FBN). Adaptado de Havlin et al (1999).

Factores que condicionan la fijación simbiótica de N2

Los factores más importantes que influyen sobre la fijación simbiótica de N son el pH del suelo, la dotación de nutrientes, la actividad fotosintética de la planta, el clima y el manejo de las leguminosas.

La acidez del suelo disminuye la supervivencia y el crecimiento de los microorganismos fijadores y afecta el proceso de fijación. Las bacterias y las raíces pueden ser   dañadas por una elevada actividad de Al+3, Mn+2 y H+.

Sin embargo, existen diferencias en la sensibilidad de los rizobios a la acidez. Valores de pH debajo de 6 reducen drásticamente el número de Rhizobium meliloti en la zona radical de la alfalfa, el grado de nodulación y el rendimiento de la misma, mientras que valores de pH que varien entre 5 y 7 parecen no afectar a Rhizobium trifoli y a trebol rojo (Havlin et al., 1999).

Excepto en suelos ácidos donde la disponibilidad de Ca+2 y H2PO4- pueden limitar el crecimiento del rizobio, las deficiencias minerales raramente afectan la fijación de N. No obstante, los requerimientos de Mo del nódulo son más elevados que los de la planta y en algunas ocasiones dicho micronutriente puede limitar la fijación.

La iniciación y el desarrollo de los nódulos pueden ser afectados por deficiencias de Co, B, Fe y Cu. Por otra parte, es conocido el efecto negativo de una elevada disponibilidad de N sobre la nodulación y la actividad de la nitrogenasa.

El nivel de actividad fotosintética afecta directamente el proceso de fijación, por lo que cualquier factor ambiental que afecte la actividad fotosintética y el crecimiento de la planta afectará la fijación.

Estos factores pueden ser baja temperatura, estrés hídrico y baja intensidad de luz. Para el cultivo de soja se ha determinado que la actividad de la nitrogenasa empieza a disminuir a valores de humedad del suelo por debajo del 50% del agua útil (Serraj et al., 1998).

Pérdidas de N hacia la atmósfera

Pérdidas por volatilización de amoníaco La volatilización de amoníaco (NH3) es el término empleado para describir el proceso por el cual el amoníaco gaseoso es liberado desde la superficie del suelo a la atmósfera.

La fuente de amoníaco es el amonio (NH4+) del suelo, el que puede originarse por la descomposición de la materia orgánica del suelo (MO), de restos vegetales, de compuestos orgánicos de origen biótico (orina y heces) o derivado de ciertos fertilizantes nitrogenados (urea, amoníaco anhidro o fosfato diamónico).

En primera instancia la urea es hidrolizada por la enzima ureasa y permite la formación de carbonato de amonio (Ec.1), el que provoca temporaria elevación del pH (Ec. 2) en el sitio de la hidrólisis.

Simultáneamente se establece un equilibrio entre el amonio adsorbido a los coloides (NH+4 ad) y en la solución del suelo (NH+4 soln), con el amoníaco en la solución (NH3 sol), en la fase gaseosa en el suelo (NH3 gas s) y en la atmósfera (NH3 gas atm) (Ec. 3).La ureasa es una enzima constitutiva ampliamente difundida en los suelos y de origen microbiano.

Hidroliza los enlaces C-N no peptídicos de las amidas lineales. Liberada al suelo se puede asociar a complejos arcillo-húmicos, los que impiden su desnaturalización. En general, la actividad ureásica se relaciona directamente con el contenido de materia orgánica, el contenido de arcilla y la capacidad de intercambio catiónico del suelo.

Por lo tanto, suelos provenientes de pasturas o bajo SD generalmente presentan mayor actividad ureásica que aquellos en rotación o bajo labranza convencional (LC). Además, la actividad ureásica es dependiente de la temperatura y es escasa por debajo de 10 °C y máxima con 40 °C.

Para los suelos de Pergamino con prolongada historia agrícola y de Balcarce bajo pastura, se han determinado valores de actividad ureásica potencial entre 14,1 y 43,8 mg N kg-1 h-1, respectivamente (Ferrari, 1995). La actividad ureásica potencial (AU) se asoció estrechamente a la capacidad de intercambio catiónico (CIC) (Ec. 4) y al carbono orgánico (CO) del suelo (Ec.5).

AU = 1,29*CIC r2 = 0,97 Ec. 4
AU = 12,15*CO r2 = 0,90 Ec. 5

Considerando que la actividad ureásica permite una muy rápida hidrólisis de la urea, esta etapa no limita generalmente el proceso de volatilización. El flujo de amoníaco fuera del suelo (volatilizado) dependerá de un coeficiente de intercambio y de la diferencia de concentración de amoníaco entre el suelo y el aire. Como esta última generalmente es muy pequeña (2-6 ppb), la magnitud de la volatilización dependerá en gran parte de la concentración de amoníaco en el suelo.

El incremento de pH produce un aumento en la producción de NH3, el cual es perdido a la atmósfera. La capacidad del suelo para contrarrestar el aumento de pH es una de las principales variables que se opone a la producción de amoníaco, incrementándose con el aumento de la MO (Watson et al., 1994).

Las pérdidas por volatilización son más elevadas cuando las temperaturas de suelo se incrementan en el rango de 10 a 50º C (Hargrove 1988). La temperatura afecta la actividad de la ureasa, el pasaje de NH4+ a NH3 en solución y el pasaje de este a NH3 en la atmósfera del suelo.

Las pérdidas por volatilización son máximas cuando el contenido de humedad del suelo esta a capacidad de campo y cuando el mismo se seca lentamente, dado que el secado del suelo aumenta la concentración de NH3 en la solución.

Las pérdidas de N por volatilización también se producen desde fertilizantes inorgánicos que tienen reacción ácida (nitrato de amonio, sulfato de amonio, fosfato monoamónico) y la magnitud de las pérdidas depende de la reacción del fertilizante con el suelo y del pH del mismo, siendo mayores cuando el pH del suelo se incrementa (Havlin et al., 1999).

Los fertilizantes ácidos mas representativos son el NO3NH4, SO4(NH4)2, PO4H2NH4 y el ClNH4. Cuando el SO4(NH4)2 es aplicado a suelos con elevados contenidos de CO3Ca se produce la siguiente reacción:

SO4(NH4)2 + 2CO3Ca + 2H2O 2NH4+ + 2HCO3- + Ca+2 + 2OH- + SO4Ca Ec. 6
NH4+ + HCO3- NH3 + CO2 + H2O Ec. 7

Dado que el SO4Ca es un compuesto que presenta muy baja solubilidad la reacción tiende a desplazarse hacia la derecha promoviendo la volatilización de NH3. Similares reacciones ocurren cuando otros fertilizantes como el PO4H(NH4)2 que producen compuestos de Ca de baja solubilidad.

Sin embargo, las pérdidas por volatilización de NH3 son más bajas desde fertilizantes como el NO3NH4 o el ClNH4 que producen compuestos de Ca de alta solubilidad (Havlin et al., 1999).

Por lo tanto, en suelos no calcáreos, la urea es el fertilizante a partir del cual hay mayores pérdidas por volatilización; mientras que en suelos calcáreos el sulfato de amonio es el fertilizante con el que se han observado mayores pérdidas (Fenn y Hossner, 1985). La magnitud de las pérdidas por volatilización dependerá de las características climáticas y edáficas de cada zona en particular. En general, la magnitud de las pérdidas en suelos bajo SD es mayor que bajo LC (Fox y Piekielek, 1993).

En Balcarce, para aplicaciones de urea al momento de la siembra en maíz (mediados de octubre) bajo SD, las pérdidas por volatilización desde urea fueron del 3,4 y el 5,9 % del N aplicado para dosis de 70 y 140 kg N ha-1, respectivamente.

Sin embargo las mismas fueron del 8,1 y 11,4 % del N aplicado para iguales dosis al estadío de seis hojas (V6) (principios de diciembre) (Figura 7a), debido a las mayores temperaturas de suelo (Sainz Rozas et al., 1999). El incremento del porcentaje de pérdida con el aumento de la dosis de N es debido a que la capacidad buffer del suelo no es suficiente para contrarrestar el cambio de pH producido por la hidrólisis de la urea.

Sin embargo, para la región central de Santa Fe, en cultivos de maíz bajo SD, las pérdidas por volatilización fueron del 17 y 42% del N aplicado para el mes de octubre y diciembre, respectivamente (Fontanetto, 1999) (Figura 7b). Además, dichas pérdidas fueron menores cuando se usaron fuentes de N como el nitrato de amonio calcáreo (CAN) o la solución de urea y nitrato de amonio chorreado (UAN) (Figura 7b).

Las mayores pérdidas determinadas en Santa Fe, respecto de aquellas observadas en Balcarce, podrían ser explicadas por las mayores temperaturas y por el menor contenido de MO de los suelos. La fuente de N usada en SD determina la magnitud de las pérdidas por volatilización.

Sin embargo, el efecto de la fuente de N sobre las pérdidas va a depender de la cantidad y tipo de residuos presentes, lo que varía con las rotaciones de cultivos más comunes utilizadas en cada área. Para maíz en SD, se ha reportado que el CAN produjo un incremento promedio de 0,8 y 0,42 t ha-1 respecto de la urea, en una rotación maíz-maíz y soja-maíz, respectivamente (Stecker et al., 1993).

Figura 7. a) Pérdidas por volatilización de NH3 como % del N aplicado en función de la dosis de N aplicada al momento de la siembra (S) o al estadío de seis hojas (V6) (adaptado de Sainz Rozas et al., 1999). b) Pérdidas por volatilización de NH3 como % del N aplicado en función de distintas fuentes de N. Adaptado de Fontanetto (1999).

Cuando la humedad del suelo no limita el proceso de pérdida, se determinó que la cantidad de amoníaco volatilizado se relaciona con la temperatura del suelo (Figura 8). Según estos resultados, con temperatura de suelo inferiores a los 7 °C, las pérdidas por volatilización no serían relevantes (Sainz Rozas et al., 1997). Estos resultados están en línea con determinaciones realizadas en cultivos de invierno, donde la magnitud de las mismas fue escasa (Videla et al., 1996).

Figura 8. Relación entre la tasa diaria de volatilización y la temperatura media del suelo a 5 cm de profundidad. Adaptado de Sainz Rozas et al. (1997).

Los resultados expuestos permiten inferir que las pérdidas por volatilización desde urea en SD, serían mayores en regiones con suelos de textura franco-arenoso o arenosos con bajos contenidos de MO y con elevadas temperaturas al momento de la fertilización (valores superiores a 10º C). En estas condiciones es recomendable incorporar la urea o usar otras fuentes de N.

En este sentido, para la región central de Santa Fe, la incorporación de la urea (5-7 cm) o el uso de fuentes de N como el CAN o UAN produjeron incrementos del rendimiento del maíz respecto de la urea aplicada en superficie en SD (Fontanetto, 1999).

Sin embargo, en regiones como el sudeste bonaerense, la cual generalmente presenta suelos de elevado contenido de MO y bajas temperaturas, en particular cuando el N es aplicado a la siembra (octubre), el rendimiento en grano del maíz en SD no se incrementó por el uso de un inhibidor de las pérdidas por volatilización (Sainz Rozas et al., 1999) ni por la incorporación de la misma, lo que fue atribuido a la baja magnitud de las mismas.

En síntesis, la volatilización de NH3 es afectada por factores del suelo: pH, capacidad buffer, CIC y actividad ureásica; del ambiente: temperatura, contenido de agua e intercambio de aire; y de manejo: fuente y dosis de fertilizante, método de aplicación, presencia de residuos y modificaciones del fertilizante (Hargrove, 1988).

Pérdidas por desnitrificación

La desnitrificación es un proceso de naturaleza biológica y ocurre en condiciones de elevada humedad de suelo debido a que ciertas bacterias anaeróbicas facultativas pueden utilizan el nitrato y el nitrito como aceptores alternativos de electrones en ausencia de oxígeno.

La mayoría de las bacterias que realizan dicho proceso son heterótrofas y obtienen su energía, C celular y poder reductor (electrones) de sustratos orgánicos. De esta manera los compuestos oxidados de nitrógeno son reducidos a gases que son emanados a la atmósfera (Ec. 8).

Las bacterias pertenecientes a los géneros Pseudomona y Bacillus han demostrado capacidad para reducir los nitratos a formas gaseosas. Además, algunos organismos autótrofos que obtienen su energía de la oxidación de compuestos reducidos de S como Thiobacillus denitrifican han demostrado capacidad para reducir nitratos en condiciones de anaerobiosis.

Los organismos desnitrificadores son muy abundantes en la mayoría de los suelos y particularmente en la zona radical, debido a la mayor concentración de compuestos carbonados en relación con la matriz del suelo.

En los últimos años este proceso ha recibido considerable interés, debido a que disminuye la eficiencia de uso del N por los cultivos y a que el óxido nitroso (N2O) juega un rol importante en la atmósfera, ya que es un gas que contribuye al denominado efecto invernadero (Prather et al., 1995) y disminuye la capa de ozono.

Una molécula de N2O es casi 150 veces más potente que una de CO2, por lo que un pequeño incremento del mismo contribuiría significativamente al calentamiento global.

Además, se estima que una duplicación en la concentración de N2O reduciría en un 10 % la capa de ozono (Crutzen y Ehhalt, 1997), la que es responsable de proteger a la biosfera de la peligrosa radiación ultravioleta.

Los daños provocados por este gas y su elevada duración en la atmósfera (entre 100 y 150 años) justifican la preocupación mundial ante su incremento.

El principal factor que controla la magnitud de las pérdidas por desnitrificación es el contenido de humedad del suelo, no obstante, otros factores como la concentración de nitratos, la disponibilidad de carbono, el pH y la temperatura del suelo inciden en este proceso (Aulakh et al., 1992).

El anegamiento del suelo provoca la desnitrificación por evitar la difusión de oxígeno a los sitios de actividad microbiana.

Las tasas de desnitrificación aumentan abruptamente cuando el espacio poroso del suelo lleno con agua supera al 78-79% (Aulakh et al., 1992). Dicho proceso se acelera cuando las temperaturas son elevadas, por favorecer la actividad de la biomasa microbiana del suelo.

La desnitrificación puede ser operativa en suelos aparentemente bien aireados. Este es el caso de micrositios anaeróbicos, dentro de los agregados, en los cuales la demanda de oxígeno supera a la oferta del mismo.

En esta situación la tasa de difusión del oxígeno es menor a la demanda respiratoria microbiana. En cultivos de arroz inundados, no es recomendado el empleo de fertilizantes nítricos, a fin de evitar las pérdidas por desnitrificación.

Las bacterias denitrificadoras son sensibles a bajos valores de pH. Por debajo de 5,0 las pérdidas son negligibles y se incrementan substancialmente por encima de dicho valor de pH. Sin embargo, algunos estudios han reportado una importante actividad de los desnitrificadores en pH menores a 5 (Koskinen y Keeney, 1982).

La acidez también regula la abundancia de los gases formados ya que por debajo de pH 5,4 se forma principalmente N2O, y por encima de pH 6,5 existe una mayor abundancia de N2.

En cuanto a la disponibilidad de carbono, es de destacar que la desnitrificación se asocia a la presencia de formas lábiles de carbono (carbohidratos) y no a compuestos de carbono relativamente estables.

Por lo tanto, la adición de residuos vegetales frescos generalmente estimula la desnitrificación. Se requiere mayor cantidad de carbohidratos para producir N2 que N2O (Ec. 9).

5 (CH2O) + 4 (NO3-) + 4 H+ = 5 CO2 + 2 N2 + 6 H2O Ec. 9
4 (CH2O) + 4 (NO3-) + 4 H+ = 4 CO2 + 2 N2O + 6 H2O

En un cultivo de trigo bajo SD y LC el agregado de residuos incrementó las pérdidas por desnitrificación, siendo dicho incremento más marcado en los tratamientos fertilizados (Figura 9). En los tratamientos sin N la inmovilización compitió efectivamente con la desnitrificación y no se determinó un gran incremento en la magnitud de las pérdidas.

Por otra parte, el incremento de las pérdidas por el agregado de residuos fue mayor en SD que en LC, dado que en SD además de aumentar la energía disponible para los desnitrificadores, el agregado de residuos en superficie incrementó la disponibilidad de agua en el suelo, variable que afecta la magnitud de dicho proceso de pérdida (Aulakh et al., 1984).

Figura 9. Pérdidas de N-N2O acumuladas durante el ciclo de un cultivo de trigo bajo siembra directa (SD) y labranza convencional (LC) en función de la dosis de N y del agregado de residuos de trigo (3000 kg ha-1). Adaptado de Aulakh et al. (1984).

La presencia de plantas afecta las pérdidas por desnitrificación de diferente manera. La favorece por incrementar la cantidad de compuestos orgánicos y por el mayor consumo de oxígeno del suelo y la desfavorece por disminuir la cantidad de NO3- y agua disponible.

En general se acepta que la presencia de plantas incrementa la magnitud de las pérdidas por desnitrificación, principalmente en sistemas limitados por C. Sin embargo, se ha reportado que la presencia de plantas de maíz no incrementó la desnitrificación, dado que el C depositado por las raíces no fue inmediatamente disponible para los desnitrificadores sino que entró en un pool orgánico más resistente (Haider et al., 1985, 1987).

Confirmando estos resultados, en un cultivo de maíz bajo SD la presencia de plantas de maíz no incrementó las pérdidas por desnitrificación (Sainz Rozas et al., 2004a).

La cantidad de fertilizante nitrogenado que se pierde por desnitrificación, después de su aplicación al suelo, puede variar ampliamente desde 0 a 70%, correspondiendo al rango de 10-30% los valores mas frecuentes en suelos de textura fina (Firestone, 1982).

En suelos francos y moderadamente bien drenados, es factible determinar pérdidas inferiores al 1% del N aplicado como fertilizante.

La gran divergencia en las estimaciones de N2O, es debida a la gran variabilidad espacial y temporal (Parkin,1987) asociada con los procesos que controlan las emisiones de este gas, así como de las diferencias en las metodologías empleadas.

En SD los residuos son dejados sobre la superficie, y por lo tanto, la concentración de C, N y el contenido de agua del horizonte superficial del suelo (5 a 10 cm) es mayor que en suelos bajo LC (Doran, 1980). En consecuencia, las pérdidas por desnitrificación son mayores en suelos bajo SD que en aquellos bajo LC (Picone et al., 1997).

En cultivos de maíz irrigados bajo SD en Balcarce, las mayores tasas de desnitrificación se observaron durante el período transcurrido entre la siembra y el estadío de seis hojas, y fueron mínimas durante el período transcurrido entre V6 y la madurez del cultivo (Figura 10a).

Por lo tanto, cuando el fertilizante fue aplicado al momento de la siembra las perdidas acumuladas fueron mayores que cuando el fertilizante fue aplicado al estadío de seis hojas (Sainz Rozas et al., 2001) (Figura 10b).

Para la aplicación al momento de la siembra, las perdidas como porcentaje del N aplicado fueron del 6,8 y 3,4%, para la dosis de 70 y 210 kg N ha-1, mientras que las mismas no alcanzaron al 1% del N aplicado para la aplicación en V6.

La ocurrencia de mayores pérdidas por desnitrificación al inicio de la estación de crecimiento fue debida al elevado contenido de humedad del suelo durante este período. Además, se observaron diferencias entre las dosis de N aplicadas lo que indica que el proceso estuvo limitado por la disponibilidad de nitratos (Figura 10b).

Figura 10. a) Evolución de las pérdidas de N por desnitrificación durante el ciclo del cultivo de maíz bajo SD. b) Pérdidas acumuladas de N para la fertilización al momento de la siembra (S) y al estadío de seis hojas (V6). 0, 70 y 210 corresponden a dosis de N en kg ha-1. F y MF corresponden a los estadíos de floración y madurez fisiológica. Adaptado de Sainz Rozas et al. (2001).

Además de la desnitrificación de origen microbiano, se ha descripto en el suelo una serie de reacciones químicas que involucran al NO2- y que producen una diversidad de compuestos nitrogenados gaseosos.

Este proceso es generalmente denominado desnitrificación química, debido a que ha sido descripta aún en suelos esterilizados. Altas concentraciones de NO2- no son frecuentes en el suelo (ver mineralización de N), no obstante, ante la aplicación de altas dosis de fertilizantes que dan origen a soluciones alcalinas (urea, fosfato diamónico, amoníaco anhidro, etc.), se produce su acumulación.

Esta es debido a que en la banda de aplicación de los fertilizantes se registran valores de pH cercanos a 10 y muy altas concentraciones de amoníaco, las que inhiben la actividad de los organismos responsables de la oxidación de los NO2-. En la zona periférica a la banda de aplicación de los fertilizantes se registra generalmente pH ligeramente ácido el que torna al NO2- inestable y permite la formación de óxidos de N como NO y NO2 (Ec. 10).

En suelos alcalinos, el NO2- también puede acumularse en los manchones producidos por la orina de animales en pastoreo, áreas que presentan una muy elevada concentración de N. En condiciones de campo, la magnitud de las pérdidas de N por desnitrificación química no parecerían ser de relevancia, por lo que nuevos trabajos deberían realizarse a fin de poder determinar la importancia de este proceso.

2 NO2- + 2 H+ ----- 2 HNO2----- NO + NO2 + H2O Ec. 10

Pérdidas por lixiviación de nitratos

El ión NO3- es muy soluble y no es adsorbido por los coloides del suelo, lo que lo hace altamente móvil en suelos con predominancia de carga neta negativa.

En consecuencia, dicho ión esta sujeto a elevada pérdida por lavado cuando la concentración del mismo y el movimiento de agua a través del perfil son elevados.

El lavado de nitratos es a menudo el principal mecanismo de pérdida de N en los sistemas productivos agrícolas de regiones húmedas o en sistemas bajo riego. Las pérdidas pueden variar desde 2 hasta 100 kg N ha-1 año-1 (Haynes, 1986).

Cuando se realizan elevadas aplicaciones de N y riego en suelos de textura media a gruesa se pueden producir considerables pérdidas de N por lavado. Este proceso de pérdida debe ser adecuadamente controlado debido a que elevadas concentraciones de NO3- en el agua de percolación puede contaminar las fuentes de agua potable y producir el crecimiento de algas y plantas no deseadas en lagos y otros reservorios de agua superficiales.

Algunos de los factores que pueden influir sobre la magnitud de las pérdidas por lavado son: (1) dosis, tiempo, fuente y método de aplicación de N, (2) uso de inhibidores de la nitrificación, (3) absorción de N por el cultivo, (4) características del suelo que afectan el movimiento del agua y (5) cantidad y distribución de las precipitaciones, cantidad y oportunidad de aplicación de riego suplementario.

Si se asume al sistema suelo como un medio poroso homogéneo, sin agregación y sin cargas electroquímicas, el movimiento de NO3- puede ser descripto por tres procesos: convección, difusión y dispersión.

a) Convección. Se refiere al transporte de solutos debido solamente al flujo masal de agua, el cual puede ser descrito por la siguiente ecuación (Ec. 11):

Δc/Δt= -U*Δc/Δx Ec. 11

en esta ecuación c= concentración de NO3- (μg ml-1); t= tiempo (día); U= velocidad promedio de poros (cm día-1), la cual es obtenida al dividir el flujo de agua por la humedad volumétrica del suelo y x= distancia linear en la dirección del flujo (cm). A partir de esta ecuación se puede inferir que cuando mayor sea el valor de U por un menor contenido de humedad en volumen, como podría ser el caso de un suelo arenoso, mayor va a ser el lavado de NO3-.

b) Difusión. Cuando existe una distribución desigual de solutos en el suelo, se produce un flujo desde los lugares de alta concentración hacia los lugares de baja concentración de NO3-. Este movimiento puede ser descrito por la siguiente ecuación (Ec. 12):

Δc/Δt= Ds*Δ2c/Δx2 Ec. 12

en esta ecuación Ds= coeficiente efectivo de difusión en el suelo (cm día-1). En el suelo, la difusión solo ocurre en el volumen del mismo ocupado con agua. Este coeficiente es mayor en suelos saturados que en suelos insaturados debido a un incremento en la tortuosidad de los caminos de difusión.

El coeficiente de difusión de NO3- en un suelo en -1.0 kPa es aproximadamente 10-6 cm2 seg-1 (Haynes, 1986).

c. Dispersión. La acción mecánica del agua cuando fluye a través del suelo produce una mezcla que tiende a igualar la distribución de solutos por un proceso llamado dispersión hidrodinámica.

Este proceso ocurre debido a que la velocidad del agua en un poro no es la misma en el centro que en la pared del mismo, a la gran variación en el tamaño de poros y a la fluctuación de la tortuosidad de la geometría de poros. Matemáticamente, la ecuación de dispersión es análoga a la de difusión. Las tres ecuaciones descriptas se pueden combinar en la siguiente ecuación (Ec. 13):

Δc/Δt= E*Δ2c/Δx2 - U*Δc/Δx Ec. 13

en esta ecuación E= Ds + m*U, donde m es la dispersividad. De esta manera E depende de la velocidad de flujo y aumenta con el incremento de esta última variable. Existen características del suelo que pueden afectar la capacidad de las ecuaciones mencionadas para describir el movimiento de NO3- en el suelo.

Por ejemplo, la repulsión del ion NO3- en suelos con cargas netas negativas produce que una parte del agua en el suelo no participe en el transporte del mismo y el volumen de poros es menor (10 al 20% menos) que el contenido de agua del suelo. Esto hace que el ion NO3- se desplace con mayor rapidez que la predicha por la ecuación de convección.

En suelos con carga neta positiva el efecto es inverso. Por otra parte, una fracción del agua que infiltra en el suelo se puede mover a través de grandes grietas o canales (macroporos), los que, si están abiertos a la superficie del suelo, pueden transmitir agua rápidamente en profundidad. En un suelo bien estructurado casi el 50% del agua se puede mover a través de los macroporos (Thomas et al., 1989).

El movimiento del agua a través de los macroporos tiene dos implicancias importantes. Si el agua que se mueve a través de los macroporos tiene una alta concentración de NO3- entonces el movimiento del mismo se producirá más rápido que lo predicho por la Ec. 13. Por el contrario, si la mayor parte del NO3- se encuentra dentro de los agregados del suelo, el mismo será eludido por el agua que se mueve a través del suelo, lo que produce un movimiento más lento que el predicho por la Ec.

13. Por lo tanto, si ocurren precipitaciones de elevada intensidad luego de la fertilización una parte del N del fertilizante puede ser arrastrado rápidamente en profundidad, mientras que si el NO3- presente en el suelo tiene el tiempo suficiente para difundir dentro de los agregados o el mismo proviene principalmente de la mineralización, el agua que se mueve a través de los macroporos transportará poco NO3- (Haynes, 1986).

Predicción del lavado de nitratos

Muchos investigadores han intentado modelar el lavado de NO3- con variado grado de éxito usando modelos determinísticos, estocásticos y modelos empíricos.

Numerosas soluciones numéricas y analíticas han sido propuestas para la ecuación 13 y en estudios realizados en laboratorio dicha ecuación ha descrito apropiadamente el lavado de NO3-. Sin embargo, su uso en condiciones de campo no ha arrojado resultados satisfactorios. El mayor problema ha sido el de obtener un valor confiable del coeficiente de dispersividad (m).

Más aún, hasta el momento no se conoce el valor de m*U para condiciones de flujo insaturado (Nielsen y Biggar, 1981, citado por Haynes, 1986).

Los modelos estocásticos han incluido en las ecuaciones de flujo conceptos probabilísticos relacionados con la geoestadística que han permitido la interpolación espacial de resultados y el diseño de esquemas de muestreo más apropiados (Nielsen et al., 1982, citado por Haynes, 1986).

El modelo LEACHM (Jemison et al., 1994) predice el movimiento de NO3- a través de la ecuación de convección-dispersión y a su vez calcula el flujo de agua, flujo de calor, evapotranspiración, volatilización, desnitrificación y absorción de N por el cultivo.

En un experimento realizado en maíz bajo LC en suelos de textura fina bien estructurados, dicho modelo sobreestimó el lavado de NO3- durante la estación de crecimiento y lo subestimó durante el período de barbecho y al comienzo de la primavera, error que fue mayor en suelos que recibieron el aporte de abono orgánico (Jemison et al., 1994).

Dichos autores atribuyen esta falla a que dicho modelo no tiene en cuenta el movimiento del agua a través de los macroporos y a que subestima la absorción de N por el maíz al comienzo de la estación de crecimiento.

Por otro lado, existen métodos empíricos que no se basan en las ecuaciones de flujo descriptas, sino más bien en la relación observada entre variables.

El perfil del suelo es considerado como una serie de estratos con parámetros que controlan el movimiento de agua y solutos.

Por ejemplo, en el modelo desarrollado por Burns (1974), un contenido de agua mínimo, llamado límite de evaporación y el concepto de capacidad de campo, son usados para caracterizar cada horizonte.

Cuando las precipitaciones exceden la evaporación el exceso neto de agua es adicionado a la capa superficial del suelo y si esta cantidad supera al contenido de agua a capacidad de campo, el exceso de agua se mueve al horizonte inmediato inferior arrastrando una determinada cantidad de solutos.

Este modelo ha funcionado exitosamente en suelos arenosos pero no es apropiado para suelos de textura más fina y bien estructurados, debido a la existencia de flujo preferencial de agua a través de los macroporos.

Más recientemente, Hall (1993) desarrolló un modelo para suelos bien estructurados en el cual el agua se divide en tres compartimentos: el agua que se mueve a través de los macroporos, de lento y rápido desplazamiento (entre 0 y -5 kPa) y el agua inmóvil (entre -5 y -1500 kPa).

En este modelo la humedad en volumen correspondiente al agua móvil e inmóvil es determinada desde la curva característica de humedad. Con este modelo se ha logrado una adecuada predicción del movimiento de Br- y Cl- en suelos de textura fina (Hall y Webster, 1993). Sin embargo, el mismo no incorpora las transformaciones del N ni la absorción del mismo por el cultivo.

Factores que afectan el lavado de nitratos

Estación y clima

La intensidad y la cantidad de precipitaciones tienen gran importancia a la hora de determinar el patrón y la magnitud del lavado. Usualmente el lavado es mínimo durante el verano debido a los elevados requerimientos de agua de los cultivos.

Sin embargo, si elevadas precipitaciones ocurren inmediatamente después de la aplicación de fertilizantes puede producir lavado de nitratos debido al flujo preferencial de agua por los macroporos.

En general, las precipitaciones que ocurren durante el otoño y el invierno tienen un elevado potencial de lavado dada la baja demanda de agua por los cultivos, y pueden lavar el nitrato residual dejado por los cultivos de verano o el proveniente de los fertilizantes aplicados a los cultivos de invierno.

Propiedades del suelo

Dado que la conductividad hidráulica y la capacidad de almacenar agua dependen de la textura y estructura del suelo, las pérdidas por lavado son mayores en suelos de textura gruesa que en suelos de textura fina.

Por otra parte, los suelos con mayor contenido de N orgánico, y por lo tanto, con mayor capacidad de mineralizar nitratos pueden presentar elevadas pérdidas por lavado, pero la magnitud final de dicho proceso de pérdida va a depender del clima y del manejo del suelo (sistema de labranza).

Manejo del suelo

Muchos ecosistemas terrestres como pastizales naturales o bosques muestran una baja producción de nitratos, dado que el NH4+ producido por mineralización es rápidamente tomado por la vegetación y/o por la biomasa microbiana del suelo, dejando poco NH4+ disponible para los nitrificadores.

Sin embargo, el disturbio de estos ecosistemas por el fuego, deforestación y laboreo puede incrementar las pérdidas por lavado.

Riego

La aplicación de cantidades óptimas de riego generalmente no produce lavado, dado que el agua incrementa el crecimiento del cultivo y la absorción de NO3-. Sin embargo, si la cantidad de agua aplicada excede los requerimientos del cultivo el agua que pasa a través del perfil puede producir lavado.

Además de la cantidad también es importante el manejo del riego, dado que para una similar cantidad de agua a aplicar, riegos de menor intensidad pero más frecuentes producen menos lavado que aquellos de mayor intensidad con menor frecuencia. e. Fertilización. Cuando se aplican cantidades de N que no exceden los requerimientos de los cultivos poco NO3- queda disponible para el lavado.

Sin embargo, cuando el N aplicado excede el requerimiento del cultivo se pueden producir elevadas pérdidas por lavado, aunque la magnitud final del mismo va a depender del suelo, clima y del manejo del cultivo. El tiempo de aplicación del fertilizante influye sobre la eficiencia de uso del N y sobre el lavado.

Las aplicaciones divididas, aplicando la mayor parte del N al comienzo del período de máxima absorción de N por el cultivo incrementa la eficiencia de recuperación de dicho nutriente, disminuyendo las pérdidas por lavado de NO3-. Cuando la nitrificación es disminuida por algún factor de suelo, la aplicación de sales de amonio o urea produce menores pérdidas por lavado que la aplicación de sales nítricas.

Sin embargo, si las condiciones son propicias para una elevada nitrificación no se producen diferencias entre las fuentes de N. Walters y Malzer (1990), trabajando en cultivos de maíz bajo LC en suelos arenosos, informaron que la cantidad de nitratos lixiviados aumentó con el incremento en el agua de percolación y con la dosis de N (Figura 11a).

Estos autores informaron que las pérdidas por lavado ocurrieron principalmente al comienzo de la estación de crecimiento. En este tipo de suelo se estimó que el N perdido por lavado fue del 18 al 30% del aplicado para una dosis de 90 y 180 kg de N ha-1, respectivamente.

En Balcarce, para cultivos de maíz irrigados bajo SD, las pérdidas de nitratos por lavado estimadas por medio del balance de N se incrementaron con la dosis del mismo y fueron mayores cuando el N fue aplicado al momento de la siembra respecto de la fertilización al estadío de V6 (Sainz Rozas et al., 2004b) (Figura 11b).

Figura 11. a) Relación entre la cantidad de N-NO3- perdido por lavado para dos dosis de N y la cantidad de agua de precolación (adaptado de Walters y Malzer, 1990). b) Nitrógeno perdido por lavado de NO3- determinado mediante el balance en función de la dosis y momento de aplicación del mismo; S= siembra; V6= seis hojas. Adaptado de Sainz Rozas et al. (2004b).

Evidencias de la existencia de lavado de nitratos también han sido encontradas en estudios realizados sobre Hapludoles Típicos en el centro oeste de la Pcia. de Buenos Aires, con historia agrícola de seis años bajo riego, fertilizados con 160 kg de N ha-1 año-1. La acumulación de N-NO3- entre los 100 y 200 cm de profundidad en el suelo fertilizado fue mayor que en el suelo virgen (Rimski-Korsakov et al., 2000).

En estudios realizados en Argiudoles Típicos del norte de la Pcia. de Buenos Aires, se ha informado que la concentración de nitratos debajo de los 100 cm de profundidad fue mayor en suelos que reciben una dosis anual de 150 kg N ha-1, respecto de suelos no fertilizados (Lavado et al., 2000).

Los resultados expuestos muestran que el lavado de nitratos puede contribuir a generar problemas de contaminación de la napa freática (Costa et al., 2002). Esto pone de manifiesto la importancia de realizar un adecuado diagnóstico de la disponibilidad de N, con el propósito de evitar el uso de dosis elevadas de N que excedan los requerimientos del cultivo.

Además, en los planteos productivos que incluyan el riego complementario, es clave determinar que la cantidad de agua proveniente de ambas fuentes no supere la demanda por evapotranspiración, disminuyendo de esa manera la cantidad de agua de percolación.

En síntesis, es conveniente aplicar todas aquellas prácticas de manejo de suelo y cultivo que permitan sincronizar la oferta de N y de agua con la demanda de los cultivos, a fin de reducir al mínimo el lavado de nitratos.

Por otra parte, es necesario mejorar los modelos actualmente en uso para la predicción del lavado de NO3- en suelos de textura fina, incluyendo en los mismos el movimiento de agua a través de los macroporos del suelo.

Transformaciones de nitrógeno en el suelo

El N orgánico en fracciones de distinta labilidad constituye más del 90% del N total del suelo. Los residuos y raíces de las plantas son el principal aporte de C y N al sistema suelo en la mayoría de los ecosistemas terrestres.

El N orgánico del suelo consiste de una mezcla heterogénea de compuestos que van desde los residuos de animales y vegetales, biomasa microbiana, metabolitos microbianos adsorbidos sobre los coloides del suelo y sustancias orgánicas humificadas de mayor estabilidad (Curtin y Weng, 1999).

En recientes investigaciones ha sido reportado que el N presente en los residuos vegetales parcialmente descompuestos (materia orgánica liviana) junto con los productos microbianos en solución o adsorbidos sobre el complejo de intercambio constituyen casi la totalidad del N potencialmente mineralizable (N0) (Curtin y Weng, 1999; Fabrizzi et al., 2003).

La intensidad del proceso de mineralización es afectada por numerosos factores siendo los más importantes, el tamaño del sustrato orgánico, la temperatura y la humedad del suelo. La temperatura óptima para la mineralización varía entre 25 y 35º C, mientras que la humedad del suelo optima para la mineralización varía entre el 50 y el 70% del espacio poroso del suelo cubierto con agua.

Por otra parte, el N0 es una fracción del N orgánico del suelo que responde rápidamente a los cambios en el manejo del mismo.

Luego de 10 años de monocultivo de sorgo y de una rotación sorgo-trigo/soja cada una bajo SD y LC, Franzluebbers et al. (1995) reportaron que el N mineralizable, determinado en incubaciones de corta duración (10 d), varió durante el ciclo del cultivo de sorgo y fue menor en el monocultivo que en la rotación, determinándose además diferencias entre sistemas de labranza (Figura 12a).

Dichos autores sugieren que el mayor ingreso de C y N y el menor tiempo de barbecho en la rotación respecto del monocultivo serían las causas de este comportamiento.

No obstante el mayor potencial de mineralización de los suelos bajo SD la absorción de N por el cultivo fue menor (Figura 12b), comportamiento que puede ser atribuido a una menor mineralización a campo y/o a la existencia de mayores pérdidas bajo SD.

En el mismo sentido, Tracy et al. (1990) también reportaron mayores potenciales de mineralización de N, fósforo y azufre de las capas más superficiales de suelos bajo SD respecto de aquellos bajo LC.

Figura 12. a) Nitrógeno mineralizable (0-20 cm de profundidad) en tres estadíos fenológicos del cultivo de sorgo en monocultivo, o en una rotación de sorgo-trigo/soja de segunda bajo SD y LC. b) Nitrógeno acumulado en biomasa aérea en madurez fisiológica del cultivo de sorgo en monocultivo, o en una rotación de sorgo-trigo/soja de segunda, bajo SD y LC. Adaptado de Franzluebbers et al. (1995).

Mediante incubaciones aeróbicas de larga duración es factible determinar el N0. El N0 refleja tanto el manejo del suelo como las características físico químicas del mismo. Se ha logrado demostrar que la fase de amonificación es el paso limitante en el proceso de mineralización del N.

Los aportes de N por mineralización desde la MO para los cultivos pueden ser   estimados mediante un modelo basado en los potenciales de mineralización de N (N0) que integra los efectos de humedad y temperatura del suelo.

Echeverría y Bergonzi (1995) determinaron valores de N0 de 300 mg kg-1 para suelos provenientes de pasturas o campo natural con altos contenidos de materia orgánica (5 % o más), los que se mantienen elevados y constantes a lo largo del año, para declinar cuando dichos suelos son puestos bajo cultivo. Por su parte, suelos bajo uso agrícola muy prolongado y con bajos contenidos de materia orgánica (2 % o menos) presentan valores de 60 mg kg-1 o menos.

Para estas situaciones las cantidades de N mineralizado, durante el ciclo de los cultivos estivales,variaron desde tan solo 20 kg ha-1 hasta 250 kg ha-1, dependiendo del valor de N0 y del contenido de humedad promedio del suelo durante la estación de crecimiento (Figura 13). La humedad edáfica es la que registra mayor variación entre años.

Figura 13. Estimación del aporte por mineralización para diferentes valores N0 en función del porcentaje de agua disponible en cultivos de verano. Adaptado de Echeverría y Bergonzi (1995).

Para condiciones de agricultura continua y LC en Balcarce es factible asumir un N0 = 180 mg kg-1. En una estación de crecimiento de octubre a febrero, con buena disponibilidad hídrica (70% de agua útil en promedio durante todo el ciclo), se liberarían por mineralización aproximadamente 150 kg N ha-1.

En condiciones de disponibilidad hídrica menor (40% del contenido de agua útil en promedio durante todo el ciclo estival), la estimación del nitrógeno mineralizado disminuye a 90 Kg N ha-1.

La determinación de N0 requiere incubaciones aeróbicas de larga duración (220 d), lo que constituye un inconveniente cuando se requieren los resultados en el corto plazo. Una manera de evitar estos inconvenientes es realizando incubaciones anaeróbicas (Nan) de las muestras de suelo por una o dos semanas (Echeverría et al., 2000).

En la Figura 14 se presenta la relación entre las incubaciones mencionadas y se comprueba que es factible estimar los valores de N0 en función del Nan. Estos resultados son interesantes a la hora de estimar el N mineralizado para otros suelos de la región pampeana.

Figura 14. Relación entre el nitrógeno potencialmente mineralizable (N0) y el N incubado por el método anaeróbico de corta duración (Nan), de muestras de suelos representativos de la región pampeana.

La inmovilización de NH4+ o NO3- es el proceso inverso a la mineralización y ocurre cuando se agrega al suelo residuos de alta relación C:N, de manera que los requerimientos de N de los organismos heterótrofos no puede ser abastecido por el N presente en el residuo.

Los microorganismos son fuertes competidores de las plantas por NH4+ o NO3- presente en el suelo durante la descomposición de los residuos, y por lo tanto, si la magnitud de la misma es muy alta, las plantas podrían mostrar síntomas de deficiencia de N. La relación C:N del residuo influye directamente sobre la inmovilización o mineralización.

Si la relación C:N es menor que 20:1 se produce liberación de N desde el residuo mientras que relaciones superiores a 30:1 producen inmovilización de N desde la fracción mineral del suelo.

La evolución del contenido de amonio y nitratos en el suelo, y particularmente, la velocidad de nitrificación (pasaje de amonio a nitratos) influye sobre los distintos procesos de pérdida a los que pueden estar sometidos el amonio y el nitrato del suelo.

Además, los cambios entre las distintas formas disponibles de N mineral también adquieren relevancia al haberse determinado efectos directos de la forma de N asimilada (amonio o nitratos), sobre la producción de materia seca y el rendimiento de los cultivos (Schortemeyer et al., 1997, Lasa et al., 2001).

En suelos bajo SD en Balcarce, la aparición de amonio desde la urea aplicada a la siembra del cultivo de maíz y la transformación del mismo a nitratos, ocurrió rápidamente (Figura 15), lo que sería consecuencia de la elevada actividad ureásica de estos suelos (Ferrari, 1995) y de la alta capacidad de carga de bacterias nitrificadoras (Navarro et al., 1980).

La máxima concentración de amonio fue observada a los 13 días desde la fertilización, y a los 39 días desde la misma (estadío V6 del maíz), se determinaron valores muy bajos de esta forma mineral (Figura 15), aún a la dosis más alta de N (210 kg ha-1) (Sainz Rozas et al., 1999). Por otro lado, el contenido de nitratos se incrementó hasta alcanzar la máxima concentración en el estadío de V6.

Estos resultados denotan que a pesar de las relativamente bajas temperaturas observadas en este suelo bajo SD, la amonificación y la nitrificación ocurrieron rápidamente.

Dada la elevada actividad ureásica determinada en los suelos de la región pampeana es factible inferir que la velocidad de ambos procesos sería igual o mayor en suelos del norte de la Provincia de Buenos Aires o de Santa Fe, debido a que los mismos presentan mayores temperaturas al comienzo de la estación de crecimiento.

Un rápido pasaje de amonio a nitratos durante el período en el cual la asimilación de N por el maíz es baja (desde la siembra hasta V6), incrementa el potencial de pérdida del mismo por lavado y/o desnitrificación.

Figura 15. Evolución del contenido de nitratos (Nit.) y amonio (Am.) en un suelo bajo SD durante la estación de crecimiento del cultivo de maíz. 0, 70 y 210 corresponden a dosis de N en kg ha-1.


Fertilizantes nitrogenados

La industria de los fertilizantes dispone de una amplia gama de fertilizantes nitrogenados que se comercializan en forma gaseosa, sólida o líquida (Melgar y Camozzi, 2002), los que pueden contener o no otros nutrientes (Tabla 7). Además, los residuos de animales confinados pueden contribuir al aporte de N.

Tabla 7.
Características relevantes de los principales fertilizantes nitrogenados.

Producto Fórmula química Presentación Contenido de Otros



N (%) nutrientes
Amoniaco anhidro NH3 Gas 82 ---
Urea CO(NH2)2 Sólida 46 ---
UAN (NH4)2NO3CO(NH2)2 Líquido 30-33 ---
Sulfato de amonio  Sólido 24 21 % N
Nitrato de amonio  Sólido 27 11 % Ca
calcáreo (CAN)  Sólido
  
Nitrato de sodioNaNO3
Sólido15-16
26-27 % Na
Sulfonitrato de amonio(NH4)2SO4-NH4NO3
 12
26 % N
Tiosulfato de amonio(NH4)2S2O3
Líquido26
12 % N
Fosfosulfato de amonioMAP, DAP +
Sólido13
16 % N-8 % P
 (NH4)2SO4
   
Polisulfuro de amonioNH4Sx
Líquido40-45
20 % N

Amoniaco anhidro. Es un gas deshidratante que se almacena a presión a temperatura ambiente. A 15,6º C el volumen ocupado por una tonelada de gas es de 1,60 m3, mientras que a 32º C el volumen es de 1,67 m3. Los materiales que se pueden usar en almacenaje y transporte de NH3 son aceros, fibra de vidrio, goma, PVC o polietilenos.

No son compatibles con NH3 el cobre, bronce, zinc, galvanizados y aluminio. Siendo un gas a presión atmosférica, el amoníaco anhidro se aplica inyectándolo en el suelo. Cuando la aplicación se realice con excesiva humedad se producirán pérdidas de NH3 a la atmósfera al no cerrar el surco.

Lo mismo puede ocurrir en suelos muy secos o en aplicaciones superficiales. Dependiendo de la dosis y de las características del suelo, una vez incorporado el NH3 afecta una zona de hasta 10 cm de diámetro.

En esta, la concentración de NH3 y NH4+ llega a 1000-3000 mg kg-1, el pH aumenta a valores de 9 o superiores, la concentración de NO2- aumenta hasta 100 mg kg-1, la presión osmótica sube a -10 bar, disminuyen las poblaciones de microorganismos y se produce solubilización de la MO.

Estos cambios afectan algunas transformaciones del N y puede resultar en importantes pérdidas por volatilización como se discutió para el caso de la urea, sin embargo, al ser el amoníaco incorporado las pérdidas serán menores que en el caso de aplicaciones superficiales de urea.

Urea. Es un sólido blanco cristalino soluble en agua la cual se presenta en forma perlada o granulada. Puede agregarse un 0,2-0,5% en peso de formaldehído que mejora sus propiedades en el almacenaje y uso (repele la humedad).

El granulado es de mejor calidad que el perlado por mayor resistencia al aplastado, mayor flexibilidad en el tamaño de partícula y menor formación de polvo.Las reacciones de la urea en el suelo han sido discutidas con anterioridad.

UAN. Se prepara a partir de soluciones de urea y nitrato de amonio. Se debe almacenar y transportar en recipientes de aceros, fibra de vidrio o PVC. Las ventajas del UAN como fuente de N son su compatibilidad con una amplia gama de herbicidas, la posibilidad de usarlo con agua de riego (fertirrigación) y la posibilidad de aplicarlo en distintas posiciones al ser líquido.

Sulfato de amonio. Fertilizante de origen industrial. Es ampliamente utilizado como fuente de N y posee elevado contenido de S rápidamente disponible. Posee muy baja higroscopicidad y puede emplearse en mezclas con numerosas fuentes de otros nutrientes, excepto los alcalinos (Ca(NO3)2, CaCO3).

Es posible realizar mezclas con urea pero la misma debe emplearse a la brevedad. El sulfato de amonio posee efecto acidificante en el suelo, por la nitrificación del amonio, y se requieren 120 kg de CaCO3 para neutralizar 100 kg de este fertilizante.

Las reacciones del sulfato de amonio en el suelo han sido discutidas con anterioridad.
Nitrato de amonio calcáreo (CAN). Es un sustituto del nitrato de amonio en aquellos países donde la aplicación de este no está permitido. El CAN es preferido en suelos ácidos debido a la influencia estabilizadora del Ca sobre el pH del suelo. No es recomendable en fertirrigación ni para aplicación foliar.

Nitrato de sodio. Antes de la disponibilidad del amoníaco sintético era la principal fuente de N. Se origina en depósitos naturales en el norte de Chile y es apto para producciones orgánicas. No apto para fertirrigación o aplicación foliar.

Sulfonitrato de amonio. Es un fertilizante de origen industrial de bajo higoscopicidad y con excelente granulación. Es un producto apto para aplicar en fertirrigación pero no para aplicación foliar o agricultura orgánica.

Tiosulfato de amonio. Es un fertilizante líquido de origen industrial que al aplicarlo al suelo produce S elemental y sulfato en partes iguales. Es un material versátil para realizar mezclas líquidas con N, P o K, aptas para emplear en fertirrigación. No es apto para aplicación foliar ni agricultura orgánica. Se debe almacenar en plásticos, PVC o fibra de vidrio y ataca el estaño, bronce o cobre.

Fosfosulfato de amonio. Por su baja higroscopicidad es apto para emplear en mezcla físicas. Posee efecto acidificante en el suelo y se requieren entre 80 y 110 kg de CaCO3 para neutralizar 100 kg de este fertilizante.

Polisulfuro de amonio. Es un fertilizante líquido de pH cercano a 10. Se puede mezclar con urea, UAN y agua amoniacal, la desventaja es que no es recomendado para mezclar con la mayoría de los fertilizantes fosforados y potásicos.

Otros fertilizantes nitrogenados. Entre los fertilizantes nítricos se pueden mencionar al Nitrato de Potasio (KNO3, 16%N y 44% K2O) y el Nitrato de Calcio (Ca(NO3)2, 15% N y 34% CaO).

Los fosfatos amónicos (diamónico o 18-46-0 y monoamónico u 11-52-0) aportan N pero en general se los considera en el grupo de fertilizantes fosfatados por su mayor grado en fósforo.

Fertilizantes nitrogenados de liberación lenta. Estos productos son formulados para permitir la liberación lenta de la urea o NH4+ del fertilizante y de esa manera reducir las pérdidas por volatilización, inmovilización o lavado.

Se pueden citar entre otros a la urea-formaldehido (38% N), urea recubierta con S y triazinas (urea + formaldehido + NH3). Son en general caros y se usan en cultivos de alto valor o campos de golf.

Los inhibidores de la nitrificación son una alternativa a los fertilizantes de liberación lenta. Estos inhibidores se agregan con los fertilizantes comunes para reducir la tasa de formación de NO3- que es mucho más móvil y puede ser perdido más fácilmente que el NH4+.

Entre los inhibidores de la nitrificación, el más conocido es el nitrapyrin, nombre comercial N-Serve, y también se pueden mencionar al 5-etoxi-3-triciorometil 1,2,4 tiadiazole, nombre comercial Dwell, y la diciandiamida o DCD.

En EEUU se tratan con nitrapyrin aproximadamente 2,5 millones de ha por año. El DCD es utilizado en Japón y, agregado a la urea, en Alemania (Havlin et al., 1999).

Consideraciones finales Se ha avanzado notablemente en el conocimiento de la magnitud de los procesos que rigen el ciclo del N en el suelo, no obstante, para la región pampeana aún no se dispone de métodos o modelos mecanísticos que permitan valorar dichos procesos en función de la incidencia de los distintos factores edafoclimáticos.

Esta información permitirá optimizar la captación de dicho nutriente aportado por fertilización, minimizando los riesgos de fugas al ambiente, lo que contribuirá a la sostenibilidad de los agroecosistemas. Por último, permitirá efectuar mejoras en los métodos de diagnóstico de deficiencias de N y generará información básica de utilidad para facilitar el proceso de toma de decisiones de manejo.

Hernán E. Echeverría y Hernán Sainz Rozas

Comentarios Ingresados

  • 24.10.2008 - Carlos Gomez

    Saludos,
    muy bueno el articulo ya que estoy trabajando mi tesis en el tema, pero no tengo claro si esto es un resumen de un libro por la mención de capitulos y seccion en la introducción.

    Gracias
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